Prof.Dr. Kaan Aydos
SPERM DNA HASARLARININ PATOFİZYOLOJİSİ
SPERM DNA HASARLARININ HMG/FSH İLE TEDAVİSİ
İnfertilite nedeniyle araştırılan çiftlerin yaklaşık %30’unda erkeğe ait bir faktör söz konusu olurken, %20’sinde de her iki eşe ait bir problem bulunmaktadır (FIVNAT 1996; Assisted reproductive technology in the United States and Canada 1998). Ancak, erkek faktörü infertilite tüm yönleriyle aydınlatılmış olmadığından, bunların çoğu idiyopatik oligoastenoteratozoospermi (OAT) grubu olarak kabul edilmektedir. Dolayısıyla tedavileri de her zaman tutarlı sonuçlar vermemektedir.
Diğer yandan, üremeye yardımcı teknikler (ÜYT), özellikle intrasitoplazmik sperm enjeksiyonu (ICSI) son yıllarda sperm değerleri bozulmuş erkeklerde sıklıkla kullanılan bir uygulama haline gelmiştir. Buna rağmen olguların yaklaşık yarısında gebelik sağlanamamaktadır. Elde edilen sonuçlar fertilizasyon başarısızlığında %50 sperme ait bir faktörün rol oynayabileceğini önermektedir. Dolayısıyla, spermin kantitesinden çok kalitatif yapısının düzeltilmesi çalışmaları ön plana çıkmaktadır. Acosta ve ark. (1991, 1992)’nın; in vitro fertilizasyonda (IVF) FSH’nın fertilizasyon ve gebelik oranlarını artırdığını gösteren çalışmaları, bu konuda başka araştırmalara öncülük yapmıştır. Bunu takiben erkekte FSH kullanılmasının ICSI sonuçları üzerine etkisi prospektif, randomize, kontrollü bir çalışmada araştırılmış ve transfer başına embriyo kalitesi (ortalama 2.2’ye karşılık 1.6) ile implantasyon oranlarında (%15.5’e karşılık %6.5) anlamlı düzelme elde edilmiştir (Askhenazi 1999).
FSH’nın spermatogenezde etki mekanizması
FSH; sperm yapımında, maturasyonunda, spermatid nukleusu ve akrozomun morfogenezi ile spermiyogenez basamağında ve epididimal maturasyonda kardinal bir hormondur (Steinberger 1971; Courtens 1980). Hipogonadizim’de germ hücre ve yuvarlak spermatid sayılarını kantitatif olarak artırır (Van Alphen 1988). Aynı zamanda FSH’nın, hücre içinde anormal ultrastrüktüre sahip organel taşıyan sperm oranlarını azaltıcı, böylece sperm yapımında kalitatif bir düzelme yapıcı etkisi de bulunmaktadır (Bartoov 1994). Ancak, gonadotropinlerin idiyopatik OAT olgularında rolü tartışmalı olup, sonuçlar çelişkili çıkmıştır (Skakkebaek 1994; Nieschlag 2000). Burada FSH immünoreaktivitesi ve biyoaktivitesi arasındaki farklılığın (Schill 1995); FSH’nın izoformları arasındaki fizyolojik ve patolojik durumlara göre önemleri değişen heterojenitelerinin ya da erkekte gösterilen FSH veya FSH reseptör genlerine ait mutasyonların (Huhtaniemi 1998) etkin olması olasıdır. Diğer yandan, infertil erkeklerde özellikle sperm kromatin yapısındaki anormallik sıklığının arttığı gösterilmiştir (Irvine 2000; Zini 2001). FSH biyolojisi ve hedef organlar üzerine etkileri konusunda elimizdeki bilgiler, idiyopatik OAT olgularında dışarıdan FSH verilmesinin mantıklı bir yaklaşım olacağını önermektedir (Van Alphen 1988; Kula 1991).
Vücuttaki diğer dokuların kendilerine spesifik peptid-faktörleri olduğu gibi, FSH ve LH da gonadal hücrelere spesifik yaşamsal faktörler olarak görev yaparlar (Raff 1992). Gerçekten de, spermatogenez gonadotropin bağımlı olup, testislerin optimal fonksiyon görebilmeleri FSH ve LH tarafından desteklenmektedir (Parvinen 1982). Özellikle puberte sırasında spermatogenezin başlaması ve sürdürülmesinde FSH esas hormondur (Billig 1995). Erkekte germ hücrelerinin canlılığını sürdürebilmeleri, intratestiküler androjenlerin yanı sıra gonadotropinlerin varlığına da bağlıdır. Yapılan çalışmalar hipofizektominin ya da gonadotropinlerin bloke edilmelerinin germ hücrelerinde dejenerasyonu artırdığını ve testislerde somatik hücrelerin morfolojisini bozduğunu ortaya koymuştur (Madhwa 1976; Russel 1987; Ghosh 1992). FSH’nın immünonötralizasyonu ya da FSH reseptörlerinin blokajı yapıldığında da yine testis fonksiyonları bozulmakta, total sperm çıkışı azalarak infertilite görülmektedir (Moudgal 1997a)). İnsanda da benzer sonuçlar bildirilmiştir. FSH’nın immünonötralizasyonu yapıldığında sperm yapımı kalitatif ve kantitatif olarak bozulur (Moudgal 1997b). GnRH antagonistleri puberteyi geciktirmekte, erişkinlerde testis ağırlığını azaltarak fertiliteyi bozmaktadır (Kolho 1988). Her ne kadar Leydig hücreleri ve Sertoli hücreleri gelişimleri sırasında gonadotropinlere gereksinim göstermekteyseler de, erişkin hayvanlarda hipofizektomi bu hücrelerde apopitotik dejenerasyona neden olmamaktadır (Ghosh 1992; Billig 1995). Dolayısıyla, Leydig ve Sertoli hücreleri değil, sadece germ hücreleri gonadotropin eksikliğinde apopitoza uğramaktadırlar.
Diğer yandan, FSH immünnötralizasyonunun spermatogenezi etkilemeyeceği de bildirilmiştir (Dym 1979). Oysa hipofizektomi ile dolaşımdaki FSH elimine edildiğinde pakiten spermatositlerde ve belirli spermatid evrelerinde morfolojik olarak hücre dejenerasyonu ortaya çıkmaktadır (Russell 1977). Bu da, gonadotropinlerin testislerdeki etkilerinin değerlendirilmesinde, evreye spesifik etkileşimlerine dikkat edilmesi gereğini vurgulamaktadır.
Germ hücrelerindeki apopitozun serum FSH seviyesindeki azalma ile korele olup LH ile bir ilişki göstermemesi, bu hücrelerde yaşamsal hormon olarak FSH’nın etkin olduğunu, LH ve intratestiküler androjenlerin ise önemlerinin daha az bulunduğunu önermektedir (Billig 1995). Hipofizektomi yapılmış erişkinlerde, FSH’nın dejenere olmuş germ hücrelerinin sayısını azaltıcı biyolojik etkisi bulunmaktadır (Russell 1993). FSH bu etkisini hücrenin genomuna bağlanarak gerçekleştirir. Ancak FSH’nın bu etkisinde testosteronun da katkısı olabileceği konusunda bazı kanıtlar mevcuttur (Russell 1993). Hem FSH (cAMP bağımlı protein kinaz A aracılığıyla) hem de LH üzerinden testosteron (hücre içi androjen reseptörleri aracılığıyla), aynı mekanizmayla germ hücrelerinde genom uyarıcı etkilerini gösterirler. Bazı çalışmalar, FSH ve LH’nın birlikte kullanılmalarının, gonadotropin çekilmesine bağlı germ hücre dejenerasyonunu daha fazla azalttıklarını savunmaktadır (Russell 1993).
Sertoli hücreleri germ hücrelerine nutrisyonal destek sağlarlar. Bu işlevlerini gonadotropin ve androjen stimülasyonu altında gerçekleştirirler. Sertoli hücreleri membranlarında FSH, hücre içinde ise androjenler için reseptör taşırlar (Sar 1990; Heckert 1991). Ancak tam anlaşılamayan konu, gonadotropinlerin testislerde yeni oluşan hücre sayısını artırarak büyüme ve farklılaşmayı mı sağladıkları yoksa hücre ölümünü önleyerek yaşamlarını mı uzattıkları sorusudur. İkisinin de olabileceği yönünde kanıtlar vardır. FSH bir yandan spermatogenezin başlamasını ve sürdürülmesini sağlarken diğer yandan kromatin hasarlarını ve neticede apopitozu önleyerek hücrelerin canlılığını korumaktadır (Parvinen 1982; Tapanainen 1993).
Gonadotropin eksikliğinin spermatogenez üzerine etkisi apopitotik DNA kırıklarını artırarak olmaktadır (Sinha Hikim 1997). FSH’nın spermiyogenezde yaptığı düzeltici etkisinin kısmen bu mekanizmaya bağlı olması mümkündür. Testislerdeki hücre ölümünün, apopitozun bir göstergesi olan nukleozomlar arasındaki DNA kırıkları ile ilişkisini vurgulayan biyokimyasal kanıtlar da gösterilmiştir (Tapanainen 1993). Billig (1995); rat testisinde, GnRH antagonisti ile gonadotropin supresyonu yapıldığında apopitotik DNA hasarlarının yaşa bağımlı olarak arttığını bildirmiştir. Apopitoza uğrayan hücre tipini belirlemek amacıyla in situ analiz yapıldığında ise spermatositlerde DNA fragmentasyonunun artmış olduğu gözlemlenmiştir. Sonuçta erkekte germ hücrelerinde apopitozun başlatılmasını belirleyen 3 faktörün bulunduğu kanısına varılmıştır: 1) yaş; 2) özellikle FSH olmak üzere gonadotropin düzeyi; ve 3) seminifer epitel siklusunun evresi.
Aslında apopitoza bağlı germ hücrelerinin dejenerasyonu spermatogenez süreci içerisinde normalde de görülmektedir. Özellikle tip A spermatogoniumlarının mitoz bölünmeleri sırasında, spermatositlerin mayoz bölünmeleri sırasında ve spermiyogenezde (Huckins 1978; Kerr 1992). Ancak, gonadotropin eksikliği DNA’da gözlenen bu dejenerasyonu daha da artırmaktadır.
Gonadotropin tedavisi spermatogenez sırasında belirli evrelerde germ hücrelerindeki bu dejenerasyonları önlemektedir (Russell 1977). Gerçekten de, gonadotropinler ve seks steroidleri immatür rat testisinde yaşamsal faktörler olarak görev yapmakta olup, gonadotropin ve androjen tedavisi apopitoza bağlı DNA kırılmalarını önleyebilir (Tapanainen 1993). Hipofizektominin testisler üzerindeki dejeneratif etkisi, apopitoz yoluyla meydana gelmektedir. Hipofizektomi ya da GnRH antagonisti verilerek gonadotropin uyarımı ortadan kaldırılan ratlarda, testis ağırlıkları %25 azalırken, gerek interstisiyel hücrelerinde gerekse seminifer tubül hücrelerinde DNA parçalanmasında 4 kata varan artış ortaya çıkmaktadır (Tapanainen 1993). Oysa FSH verilmesini takiben testis ağırlıkları korunurken, apopitotik DNA parçalanması %90 önlenebilmektedir. Tek başına hCG’nin dejeneratif değişiklikleri önleyebilme potansiyeli FSH’dan oldukça düşük kalır. Başka çalışmalarda da FSH’nın spermatogonium ve pre-leptoten spermatositlerde Sertoli hücreleri üzerinden mitotik ve mayotik DNA yapımının uyarılmasında anahtar rol oynadığı gösterilmiştir (Marshall 1995; Anderson 1997). Bu sonuçlar da testislerde hücre ölümünün önlenmesinde FSH’nın etkili olduğunu önermektedir.
IVF’de en önemli fertilizasyon yetmezliği nedenleri sperm morfoloji bozuklukları ile spermin zona pellusidaya bağlanmasındaki defektlerdir. Kromatinin maturasyonu ve DNA yapısı da normal fertilizasyon potansiyelini yakından ilgilendiren faktörlerdir (Menezo 1995). Sperm genomuna ait hasarlar spermiasyon ve kromatin kondensasyonunda bozukluklardan kaynaklanabilir, bu da neticede embriyo kaybı ve mortaliteye yol açabilir (Plachot 1992). Bu veriler insanda preimplantasyon embriyo gelişiminde ve blastosist oluşumunda kuvvetli bir paternal etkinin varlığına işaret etmektedir.
FSH tedavisinin sperm kromatin hasarları üzerine etkisi
İnfertil erkeklerde FSH tedavisinin sperm genetik yapısında morfolojik bozuklukları azaltıcı etkisi bulunduğu ultrastrüktürel çalışmalarda ortaya konmuştur. Ben-Rafael (2000), erkekte FSH tedavisinin fertilizasyon oranlarını artırıcı etkisini spermin subsellüler komponentlerindeki düzelmeye bağlamaktadır. Prospektif, randomize, crossover planlanan çalışmalarında, normogonadotropik erkeklerde 60 gün boyunca günde 75 IU pürFSH kullanarak normal yapıdaki sperm nukleus oranının elektron-mikroskopik düzeyde %17’den %36’ya çıktığını gözlemlemişlerdir (p<0.1). Olguların %60’ında nukleus yapısında anlamlı düzelme görülmüştür. Neticede, fertilizasyon oranlarında kontrol ile karşılaştırıldığında anlamlı artış belirlenmiştir (%5’e karşılık %19; p<0.05). Benzer şekilde Foresta ve ark. da (1998) idiyopatik OAT bulunan erkeklerde rekombinan-FSH’nın spermatogenezi ve spermatogonium populasyonunu artırdığını bildirmişlerdir.
OAT olgularında FSH’nın sperm kromatin yapısında anlamlı düzelme sağladığı diğer çalışmalarda da ortaya konmuştur. Uzun süreli (6 ay) 150 IU pürFSH’nın günaşırı kullanımı ile dismorfik baş anomalisi oranlarında %21.2’den %14.6’ya (p<0.001) ve akrozom+kromatin+yuvarlak baş anomalilerinde %34.7’den %27.2’ye (p<0.001) düşme izlenmektedir (Arnaldi 2000). Kamischke (1998); günde 150 IU rekombinan-FSH’nın 12 hafta kullanımını takiben haploid germ hücrelerinde kromatin kondensasyonunda anlamlı artış geliştiğini göstermiştir. Baccetti (1997)’nin serisinde de; aynı doz ve sürede FSH verilen infertil erkeklerde kromatin kondensasyonunu tamamlamış spermatozoa oranı %22’den %59’a çıkmıştır. FSH’ya yanıt alınan olguların yaklaşık üçte birinde de klinik gebelik elde edilmiştir.
Strehler (1997), idiyopatik OAT bulunan erkeklerde günde 150 IU pürFSH’yı 12 hafta süreyle kullanmış ve bu sürenin hemen sonunda elektron mikroskopik olarak ultrastrüktürel matematik analiz yaptığında, normal nukleus şekli (%25’e karşılık %34) ile kondanse olmuş, kompakt kromatin (%35’e karşılık %49) oranlarında anlamlı düzelme elde etmiştir. Ancak tedavinin kesilmesini takiben 6 hafta sonra yapılan incelemelerde anlamlı bir düzelmenin kalmamış olması, FSH’nın kullanıldığı süre içerisinde kromatin ve nukleus üzerine etkisinin devam ettiğini düşündürmektedir. O halde, pürFSH OAT’li infertil olgularda sperm kalitesini düzeltmek amacıyla kullanılabilir özellikte bir tedavidir. Gerçekten de, Acosta’nın (1991, 1992) IVF öncesi FSH kullanılan erkeklerde spermde kantitatif bir düzelme olmaksızın, fertilizasyon ve gebelik oranlarında anlamlı bir artış olacağını gösteren bulguları da FSH’nın sperm genomu üzerine önemli etkisi bulunacağını destekler niteliktedir. Acosta, FSH tedavisinin Sertoli hücrelerinin FSH-bağımlı fonksiyonunu etkileyerek spermatogenezin kalitesini, neticede sperm-oosit etkileşimini düzelttiğini önermiştir. Strehler ise bu düzelmenin ultrastrüktürel düzeyde sperm kromatinine ait olduğunu göstermiştir. Benzer bulgular diğer araştırıcılar tarafından da bildirilmiştir (Bartoov 1994). Gerçekten de, spermin ışık mikroskopik analizi her zaman gerçek fonksiyonu konusunda yeterli bilgi vermemektedir (Zamboni 1987; Baccetti 1995; Bartoov 1994; Ben-Rafael 2000).
FSH tedavisi için hasta seçim kriterleri
Sperm parametreleri bozulmuş infertil erkeklerde FSH kullanılması, yukarıda açıklanan nedenlerden dolayı faydalı bir uygulama olarak görülmektedir. Ama diğer bazı çalışmalar ise bunu desteklememektedir. FSH tedavisinin etkisinin net olarak gösterilememiş olmasının iki nedeni olabilir: 1) çalışmaların çoğu kontrollü yapılmamışlardır; 2) OAT seminifer epitelde ortaya çıkabilecek ve değişik evrelerdeki maturasyon anomalilerini de içeren çok sayıdaki değişikliklerin en son evresini temsil etmektedir. FSH bu değişikliklerin sadece bazılarını tedavi edici etkiye sahip olabilir. Oysa çoğu çalışma bunu gözardı ederek, seçilmemiş hasta gruplarında sadece en son evre olan ejakulattaki sperm parametrelerini, örneğin OAT durumunu analiz ederek bir kanıya varmaya çalışmaktadır. Plasebo kontrollü, randomize, çift-kör bir çalışmada FSH’nın sperm parametreleri üzerine bir etkisi bulunmadığı bildirilmiş olmakla beraber, aynı çalışmada hastaların testis volümlerinde anlamlı artış saptanmıştır (Kamischke 1998). Oysa bu bulgu FSH’nın spermatogenezde yaptığı stimülasyona bağlı olabilir. Gerçekten de Foresta (2002); FSH’nın insanda spermatogonium ve spermatosit popülasyonunu artırdığını göstermiştir. Demekki, sperm maturasyonunda bir anormalliğin bulunmadığı olgular seçilse, önceki çalışmada bu artış ejakulattaki sperm değerlerine de yansıyabilecek idi.
FSH tedavisine yeterli yanıtın alınması için belirli hasta seçim kriterleri önerilmektedir. Foresta (2000); FSH’nın erkekte etkili olduğu grubun serum FSH ve inhibin B seviyeleri normal, testis dokusunun maturasyon duraklaması göstermediği hipospermatogenezli olgular olduğunu göstermiştir. FSH’nın sperm maturasyonu üzerine etkili olması, spermatogenezin mikro-çevresel koşulları üzerine olan olumlu etkisine bağlanabilir. Ancak burada seminifer tubüllerin, özellikle Sertoli hücre fonksiyonlarının sağlam olması ön koşuldur. Gerçekten de spermatogenezin erken evrelerde duraklamış olduğu olgularda FSH’nın etkisinin kaybolduğu gözlenmektedir (Foresta 1998). Benzer şekilde, ancak Sertoli hücrelerinin stimüle edildiklerinde inhibin B salgılamalarının belirli bir oranı aştığı durumlarda FSH ile yeterli yanıt alınabileceği de bildirilmektedir (Kapolla 2000). Glander ise (1997); erkeklerde FSH tedavisine başlanılmadan önce GnRH stimülasyon testi yapılmasını, sonuçta FSH-stimülasyon faktörünün <1.7 bulunduğu olgularda FSH kullanılmasının etkili olacağını önermektedir. Namiki (1986); testislerde FSH reseptörlerinin varlığının önemine dikkat çekerek, Johnsen skoru yükseldikçe daha çok olguda HMG tedavisine yanıt alındığını vurgulamıştır. Baccetti (1997); antisperm antikor, enfeksiyon, maturasyon duraklaması ya da genetik defekt bulunan erkeklerde FSH yanıtının yetersiz kalacağını, oysa apopitotik veya immatür germ hücrelerinin varlığında seminal parametrelerde ve klinik sonuçlarda anlamlı düzelme elde edilebileceğini göstermiştir.
FSH tedavisinde doz ve süre
FSH’nın bio-efektif yarılanma ömrü 13.4-28 saattir (Jockenhovel 1990; Out 1996). 24 saat aralıklarla verildiği zaman serum düzeyi bazal değerin %50 üzerine çıkmaktadır. İlk 72 saatin sonunda sabit bir seviyeye erişerek, her dozu takiben ±%20 değişikliklerle bu seviyesini tedavi boyunca devam ettirir (Ben-Rafael 2000). Ancak, tedavinin kesilmesini takiben serum düzeyi de düşüşe geçer. Tedavinin kesilmesini takiben serumdaki düzeyinin bazal değere inişi için gerekli süre ise kesin olarak ortaya konmuş değildir. Doz olarak da günlük 75 IU kullanımının sperm ultrastrüktüründe ve fertilizasyon oranlarında düzelme yapması için yeterli olduğu savunulmakla birlikte (Ben-Rafael 2000), 100 (Foresta 2002) ve 150 IU (Strehler 1997) kullanımının gerekli olduğunu bildiren araştırıcılar da vardır.
FSH uygulanımlarının doz aralıkları konusunda kesin bir görüş yoktur. Günlük 75IU ve 150IU kullanılması arasında bir fark bulunmazken (Ben-Rafael 2000), haftada 3 kez 100 IU (Foresta 2002) veya 150IU’nin (Acosta 1992) de yeterli olabileceği gösterilmiştir. Gün aşırı 50IU rekombinan-FSH ise yetersiz bulunmuştur (Foresta 2002). Bartoov (1994) spermiyogenez ve epididimal maturasyon bozukluklarının düzeltilmesinde 30 günlük tedaviyi yeterli bulurken, Ashkenazi (1999) daha erken spermatogenez evrelerinin düzenlenmesi için >50 gün’lük uygulamaları önermektedir.
Sonuç olarak; IVF-ICSI’ye alınan infertil çiftlerde adjuvan olarak erkekte FSH kullanılması faydalı görülmektedir. Bu görüş, ICSI döneminde şiddetli erkek faktörü bulunan çiftlerde erkeğin tedavisine gerek bulunmadığı görüşüne ters düşmektedir. Oysa FSH tedavisi, embriyo gelişimi üzerinde olası paternal etkiyi minimale indirebilecek kapasitede özelliğe sahip olduğu kanısı vermektedir. Ancak bu özelliğin ispatlanabilmesi için daha geniş seriler ile yapılacak araştırmalara ihtiyaç bulunmaktadır.
KAYNAKLAR
1. Acosta AA, Oehninger S, Ertunc H, Philput C. Possible role of pure human follicle-stimulating hormone in the treatment of severe male-factor infertility by assisted reproduction: preliminary report. Fertil Steril 1991 Jun;55(6):1150-6.
2. Acosta AA, Khalifa E, Oehninger S. Pure human follicle stimulating hormone has a role in the treatment of severe male infertility by assisted reproduction: Norfolk’s total experience. Hum Reprod 1992 Sep;7(8):1067-72.
3. Anderson RA, Wallace EM, Groome NP, Bellis AJ, Wu FC. Physiological relationships between inhibin B, follicle stimulating hormone secretion and spermatogenesis in normal men and response to gonadotrophin suppression by exogenous testosterone. Hum Reprod 1997 Apr;12(4):746-51.
4. Arnaldi G, Balercia G, Barbatelli G, Mantero F. Effects of long-term treatment with human pure follicle-stimulating hormone on semen parameters and sperm-cell ultrastructure in idiopathic oligoteratoasthenozoospermia. Andrologia 2000 May;32(3):155-61.
5. Ashkenazi J, Bar-Hava I, Farhi J, Levy T, Feldberg D, Orvieto R, Ben-Rafael Z. The role of purified follicle stimulating hormone therapy in the male partner before intracytoplasmic sperm injection. Fertil Steril 1999 Oct;72(4):670-3.
6. Assisted reproductive technology in the United States and Canada: 1995 results generated from the American Society for Reproductive Medicine/Society for Assisted Reproductive Technology Registry. Fertil Steril 1998 Mar;69(3):389-98.
7. Baccetti B, Bernieri G, Burrini AG, Collodel G, Crisa N, Mirolli M, Moretti E, Piomboni P. Notulae seminologicae. 5. Mathematical evaluation of interdependent submicroscopic sperm alterations. J Androl 1995 Jul-Aug;16(4):356-71.
8. Baccetti B, Strehler E, Capitani S, Collodel G, De Santo M, Moretti E, Piomboni P, Wiedeman R, Sterzik K. The effect of follicle stimulating hormone therapy on human sperm structure (Notulae seminologicae 11). Hum Reprod 1997 Sep;12(9):1955-68.
9. Bartoov B, Eltes F, Lunenfeld E, Har-Even D, Lederman H, Lunenfeld B. Sperm quality of subfertile males before and after treatment with human follicle-stimulating hormone. Fertil Steril 1994 Apr;61(4):727-34.
10. Ben-Rafael Z, Farhi J, Feldberg D, Bartoov B, Kovo M, Eltes F, Ashkenazi J. Follicle-stimulating hormone treatment for men with idiopathic oligoteratoasthenozoospermia before in vitro fertilization: the impact on sperm microstructure and fertilization potential. Fertil Steril 2000 Jan;73(1):24-30.
11. Billig H, Furuta I, Rivier C, Tapanainen J, Parvinen M, Hsueh AJ. Apoptosis in testis germ cells: developmental changes in gonadotropin dependence and localization to selective tubule stages. Endocrinology 1995 Jan;136(1):5-12.
12. Courtens JL, Courot M. Acrosomal and nuclear morphogenesis in ram spermatids: an experimental study of hypophysectomized and testosterone-supplemented animals. Anat Rec 1980 Jun;197(2):143-52.
13. Dym M, Raj HG, Lin YC, Chemes HE, Kotite NJ, Nayfeh SN, French FS. Is FSH required for maintenance of spermatogenesis in adult rats? J Reprod Fertil Suppl 1979;(26):175-81.
14. FIVNAT 1995 evaluation. Contracept Fertil Sex 1996 Sep;24(9):694-9.
15. Foresta C, Bettella A, Ferlin A, Garolla A, Rossato M. Evidence for a stimulatory role of follicle-stimulating hormone on the spermatogonial population in adult males. Fertil Steril 1998 Apr;69(4):636-42.
16. Foresta C, Bettella A, Merico M, Garolla A, Plebani M, Ferlin A, Rossato M. FSH in the treatment of oligozoospermia. Mol Cell Endocrinol 2000 Mar 30;161(1-2):89-97.
17. Foresta C, Bettella A, Merico M, Garolla A, Ferlin A, Rossato M. Use of recombinant human follicle-stimulating hormone in the treatment of male factor infertility. Fertil Steril 2002 Feb;77(2):238-44.
18. Ghosh S, Bartke A, Grasso P, Reichert LE Jr, Russell LD. Structural response of the hamster Sertoli cell to hypophysectomy: a correlative morphometric and endocrine study. Anat Rec 1992 Dec;234(4):513-29.
19. Glander HJ, Kratzsch J. Effects of pure human follicle-stimulating hormone (pFSH) on sperm quality correlate with the hypophyseal response to gonadotrophin-releasing hormone (GnRH). Andrologia 1997 Jan-Feb;29(1):23-8.
20. Heckert LL, Griswold MD. Expression of follicle-stimulating hormone receptor mRNA in rat testes and Sertoli cells. Mol Endocrinol 1991 May;5(5):670-7.
21. Huckins C. The morphology and kinetics of spermatogonial degeneration in normal adult rats: an analysis using a simplified classification of the germinal epithelium. Anat Rec 1978 Apr;190(4):905-26.
22. Huhtaniemi IT, Aittomaki K. Mutations of follicle-stimulating hormone and its receptor: effects on gonadal function. Eur J Endocrinol 1998 May;138(5):473-81.
23. Irvine DS, Twigg JP, Gordon EL, Fulton N, Milne PA, Aitken RJ. DNA integrity in human spermatozoa: relationships with semen quality. J Androl 2000;21(1):33-44.
24. Jockenhovel F, Fingscheidt U, Khan SA, Behre HM, Nieschlag E. Bio and immuno-activity of FSH in serum after intramuscular injection of highly purified urinary human FSH in normal men. Clin Endocrinol (Oxf) 1990 Nov;33(5):573-84.
25. Kamischke A, Behre HM, Bergmann M, Simoni M, Schafer T, Nieschlag E. Recombinant human follicle stimulating hormone for treatment of male idiopathic infertility: a randomized, double-blind, placebo-controlled, clinical trial. Hum Reprod 1998 Mar;13(3):596-603.
26. Kapolla N, Pappa a, Nicopoulou SC, Andreou E, Koukkou E, Gregoriou A, Karamertzanis M, Adamopoulos DA: Sertoli cell reserve capacity in normozoospermic and oligozoospermic men. Int J Androl 23 (Suppl 1), 1-68, 2000.
27. Kerr JB. Spontaneous degeneration of germ cells in normal rat testis: assessment of cell types and frequency during the spermatogenic cycle. J Reprod Fertil 1992 Aug;95(3):825-30.
28. Kolho KL, Nikula H, Huhtaniemi I. Sexual maturation of male rats treated postnatally with a gonadotrophin-releasing hormone antagonist. J Endocrinol 1988 Feb;116(2):241-6.
29. Kula K. Hyperactivation of early steps of spermatogenesis compromises meiotic insufficiency in men with hypergonadotropism. A possible quantitative assay for high FSH/low testosterone availabilities. Andrologia 1991 Mar-Apr;23(2):127-33.
30. Madhwa Raj HG, Dym M. The effects of selective withdrawal of FSH or LH on spermatogenesis in the immature rat. Biol Reprod 1976 May;14(4):489-94.
31. Marshall GR, Zorub DS, Plant TM. Follicle-stimulating hormone amplifies the population of differentiated spermatogonia in the hypophysectomized testosterone-replaced adult rhesus monkey (Macaca mulatta). Endocrinology 1995 Aug;136(8):3504-11.
32. Menezo YJ, Sakkas D, Janny L. Co-culture of the early human embryo: factors affecting human blastocyst formation in vitro. Microsc Res Tech 1995 Sep 1;32(1):50-6.
33. Moudgal NR, Sairam MR, Krishnamurthy HN, Sridhar S, Krishnamurthy H, Khan H. Immunization of male bonnet monkeys (M. radiata) with a recombinant FSH receptor preparation affects testicular function and fertility. Endocrinology 1997a Jul;138(7):3065-8.
34. Moudgal NR, Murthy GS, Prasanna Kumar KM, Martin F, Suresh R, Medhamurthy R, Patil S, Sehgal S, Saxena BN. Responsiveness of human male volunteers to immunization with ovine follicle stimulating hormone vaccine: results of a pilot study. Hum Reprod 1997b Mar;12(3):457-63.
35. Namiki M, Nakamura M, Okuyama A, Itatani H, Sonoda T, Matsumoto K. Testicular follicle stimulating hormone receptors and effectiveness of human menopausal gonadotrophin-human chorionic gonadotrophin treatment in infertile men. Clin Endocrinol (Oxf) 1986 Nov;25(5):495-500.
36. Nieschlag E, Leifke E: Emprical therapies for idiopathic male infertility. Andrology, E. Nieschlag, HM Behre (eds), s. 327-337, Springer, Berlin, 2000.
37. Out HJ, Schnabel PG, Rombout F, Geurts TB, Bosschaert MA, Coelingh Bennink HJ. A bioequivalence study of two urinary follicle stimulating hormone preparations: Follegon and Metrodin. Hum Reprod 1996 Jan;11(1):61-3.
38. Parvinen M. Regulation of the seminiferous epithelium. Endocr Rev 1982 Fall;3(4):404-17.
39. Plachot M. Cytogenetic analysis of oocytes and embryos. Ann Acad Med Singapore 1992 Jul;21(4):538-44.
40. Raff MC. Social controls on cell survival and cell death. Nature 1992 Apr 2;356(6368):397-400.
41. Russell LD, Corbin TJ, Borg KE, De Franca LR, Grasso P, Bartke A. Recombinant human follicle-stimulating hormone is capable of exerting a biological effect in the adult hypophysectomized rat by reducing the numbers of degenerating germ cells. Endocrinology 1993 Nov;133(5):2062-70.
42. Russell LD, Clermont Y. Degeneration of germ cells in normal, hypophysectomized and hormone treated hypophysectomized rats. Anat Rec 1977 Mar;187(3):347-66.
43. Russell LD, Alger LE, Nequin LG. Hormonal control of pubertal spermatogenesis. Endocrinology 1987 Apr;120(4):1615-32.
44. Sar M, Lubahn DB, French FS, Wilson EM. Immunohistochemical localization of the androgen receptor in rat and human tissues. Endocrinology 1990 Dec;127(6):3180-6.
45. Schill WB. Survey of medical therapy in andrology. Int J Androl 1995 Dec;18 Suppl 2:56-62.
46. Sinha Hikim AP, Rajavashisth TB, Sinha Hikim I, Lue Y, Bonavera JJ, Leung A, Wang C, Swerdloff RS. Significance of apoptosis in the temporal and stage-specific loss of germ cells in the adult rat after gonadotropin deprivation. Biol Reprod 1997 Nov;57(5):1193-201.
47. Skakkebaek NE, Giwercman A, de Kretser D. Pathogenesis and management of male infertility. Lancet 1994 Jun 11;343(8911):1473-9.
48. Steinberger E. Hormonal control of mammalian spermatogenesis. Physiol Rev 1971 Jan;51(1):1-22.
49. Strehler E, Sterzik K, De Santo M, Abt M, Wiedemann R, Bellati U, Collodel G, Piomboni P, Baccetti B. The effect of follicle-stimulating hormone therapy on sperm quality: an ultrastructural mathematical evaluation. J Androl 1997 Jul-Aug;18(4):439-47.
50. Tapanainen JS, Tilly JL, Vihko KK, Hsueh AJ. Hormonal control of apoptotic cell death in the testis: gonadotropins and androgens as testicular cell survival factors. Mol Endocrinol 1993 May;7(5):643-50.
51. van Alphen MM, van de Kant HJ, de Rooij DG. Follicle-stimulating hormone stimulates spermatogenesis in the adult monkey. Endocrinology 1988 Sep;123(3):1449-55.
52. Zamboni L. The ultrastructural pathology of the spermatozoon as a cause of infertility: the role of electron microscopy in the evaluation of semen quality. Fertil Steril 1987 Nov;48(5):711-34.
53. Zini A, Bielecki R, Phang D, Zenzes MT. Correlations between two markers of sperm DNA integrity, DNA denaturation and DNA fragmentation, in fertile and infertile men. Fertil Steril 2001;75(4):674-7.
